PENGOLAHAN AIR BERSIH
Air bersih untuk keperluan hidup sehari-hari terutama diperlukan untuk minum dan masak, sebagai sumber dapat diperoleh dari berbagai macam sumber air menurut kondisi dan asalnya air, yaitu dari air permukaan, air tanah, air hujan atau air buangan. Untuk mendapat air yang sesuai dengan kebutuhan, dilakukan berbagai upaya agar air memenuhi standar yang telah ada. Upaya yang dilakukan tersebut meliputi : penyaringan kasar (screening), pengendapan biasa (plain sedimentation), penggumpalan dan pengendapan (coagulation dan sedimentation), penyaringan halus/filtrasi (filtration), pelunakan (softening), aerasi (aeration), desinfeksi (disinfection), menghilangkan warna, bau dan rasa serta desalinasi (desalination). Pada prinsipnya proses pengolahan air terdiri dari tiga bagian yaitu Purification (penjernihan), desinfection (peniadaan bakteri-bakteri pathogen dan pengurangan jumlah kuman dalam air), dan pH adjusment (pengaturan pH).
A. Penyaringan Kasar
Penyaringan kasar dilakukan dengan tujuan untuk memisahkan air dari dari benda-benda yang terlihat oleh mata, misal : sampah, tanaman air serta benda asing lainnya. Proses tersebut dilakukan pada air permukaan dengan menggunakan saringan kasar dengan tujuan menyaring benda-benda yang besar atau kasar dan tampak oleh mata yang mengotori air, kemudian dilewatkan melalui penyaringan yang lebih halus lagi, demikian seterusnya hingga megalami penyaringan secara bertingkat hingga bebas dari benda kasar hingga setengah halus, sebelum dialirkan melalul pompa atau dilakukan proses lebih lanjut untuk pembersihan/penjernihan air.
B. Pengendapan biasa (Plain sedimentation)
Cara pengendapan limbah air yang lebih halus atau yang berupa zat padat tersuspensi, misal lumpur yang melayang didalam air yaitu dengan cara menyimpan air dalam jangka waktu tertentu didalam wadah misalnya : bak, kolam, reservoir, waduk dan sebagainya tanpa penambahan bahan kimia. Kecepatan pengendapan zat padat tersuspensi dipengaruhi oleh : kecepatan aliran, viskositas, suhu cairan, bentuk ukuran atau volume dan bobot partikel. Kecepatan pengendapan dapat dihitung menurut hukum STOKES, yaitu :
V = 418 (P – P1)d2 x
dimana V = kecepatan pengendapan (mm/detik)
P = bobot jenis partikel
P1 = bobot jenis air
d = diameter partikel (mm)
T = suhu cairan dalam derajat celcius
Rumus ini berlaku untuk partikel yang berukuran diatas 0,1 mm, sedangkan partikel yang berukuran dlbawah 0,1 mm dipengaruhi oleh diameternya dan rumus yang digunakan menurut rumus dari HAZEN yaitu :
V = 418 (P – P1)d x
Berdasarkan rumus-rumus tersebut dapat disimpulkan bahwa :
a. Pengendapan partikel dapat dipercepat dengan memperkecil aliran/arus air yaitu dengan cara memperbesar luas aliran atau dengan cara penyimpanan air dalam waktu tertentu
b. Ukuran partikel dapat diperbesar dengan cara menambah keagulan atau bahan penggumpal ke dalam air.
c. Kekentalan dapat dirubah dengan cara merubah suhu cairan, tetapi cara ini tidak ekonomis untuk dilakukan.
Partikel-partikel padat tersuspensi dapat dibedakan menjadi :
a. Partikel bentuk bulat yang stabil baik bentuk, ukuran maupun beratnya (garanular/discrete particle).
b. Partikel dengan bentuk yang labil atau dapat berubah baik bentuk, ukuran, berat maupun identitasnya selama proses pengendapan.
Proses pengendapan spontan ini akan menghilangkan kurang lebih + 60% bahan tersuspensi dan + 75% bakteri, sehingga akan mengurangi beban pada proses pengolahan air lebih lanjut. Kesadahan air, warna air akan menurun oleh pengaruh sinar matahari, demikian pula kematian bakteri karena suhu air tidak cocok untuk kehidupan bakteri.
C. Penggumpalan dan Pengendapan (coagulation and sedimentation)
Partikel-partikel yang sangat kecil dan ringan serta bahan-bahan koloid tidak dapat mengendap dengan cara pengendapan biasa/spontan, dengan penambahan bahan kimia tertentu partikel-partikel tersebut satu dengan lainya akan membentuk gumpalan yang lebih besar, yang selanjutnya dapat diendapkan. Jadi koagulasi adalah proses penambanan bahan kimia tertentu kedalam air (cairan) keruh agar terbentuk gumpalan yang selanjutnya akan mengendap.
Bahan penggumpal = koagulan.
Bahan kimia yang sering digunakan sebagai koagulan air yaitu :
a. Alumunium sulfat Al2(SO4)3.18.H2O atau tawas/alum AlKS2O8
b. Garam besi atau Ferosulfat atau Feriklorida.
FeSO4.7H2O atau Fe2(SO4)3 atau FeCl3.
Bahan-bahan tersebut akan efektif jika dalam keadaan sedikit basa, apabila air tidak basa dapat ditambahkan kapur CaO atau natrium karbonat. Alumunium akan menurunkan pH air dan garam-.garam bikarbonat yang biasanya terdapat dalam air akan bereaksi menjadi :
Al2(SO4)3.18H2O + 3 Mg(HCO3)2 2 Al(OH)3 + 3 MgSO4 + 18 H2O + 6 CO2
Alumunium Hidroksida merupakan endapan yang tidak larut dalam air dan dapat menarik partikel lain, kemudian membentuk gumpalan-gumpalan yang lebih besar dan akhirnya akan mengendap. Apabila air bersifat asam maka perlu ditambah kapur.
Al2(SO4)3.18H2O + 3 Ca(0H)2 2 Al(OH)3 + 3 CaSO4 ÷ 18 H2O
Berdasarkan reaksi tersebut di atas disimpulkan bahwa penambahan alum akan memberi efek samping yaitu air menjadi bersadah, akibat terbentuknya gararn kalsium dan magnesium sulfat. Apabila air telah bersifat basa, maka penambahan besi klorida akan menyebabkan terjadi reaksi :
2 FeCl3 + 3 Ca(HCO3)2 2 Fe(OH)3 + 3 CaCl2 + 6 H2O
apabila ke dalam air ditambahkan kapur :
2 FeCl3 + 3 Ca(OH)2 2 Fe(OH)3 + 3 CaCl2
Jika larutan klor dicampurkan ke dalam larutan besi sulfat maka akan terjadi larutan :
6 FeSO4.7H2O + 3 Cl2 2 Fe2(SO4)3 + 2 FeCl3 + 2H2O
Jika larutan ini digunakan sebagai koagulan, maka dengan kapur akan membentuk endapan besi hidroksida.
Fe2(SO4)3 + 3 Ca(OH)2 3 CaSO4 + 2 Fe(OH)2
2 FeCl3 + 3 Ca(OH)2 2 Fe(OH)3 + 3 CaCl2
Ferosulfat lebih murah harganya dibandingkan dengan tawas, serta dapat membentuk gumpalan yang lebih berat sehingga, pengendapan akan terjadi dengan cepat. Namun.perlakuan tersebut diperlukan alkalinitas air yang tinggi yaitu pH antara 8 - 10, untuk menaikkan pH tersebut perlu ditambah kapur.
C.1 Proses Koagulasi
Proses koagulasi di dalam pengolahan air minum dilakukan melalui beberapa tahapan yaitu:
a. Pembuatan larutan koagulan.
Larutan koagulan dibuat dengan kepekatan tertentu, kemudian dimasukkan ke dalam bak atau kolam pencampur.
b. Penyimpanan dan pencampuran dalam kolam atau bak pencampur.
Ke dalam kolam atau bak pencampur yang telah berisi larutan koagulan dialirkan air dengan kecepatan tetap dan pengadukan kuat.
c. Penggumpalan
Setelah pencampuran larutan koagulan dan air, kemudian dialirkan ke dalam bak penggumpal dengan kecepatan rendah. Pada proses ini partikel-partikel akan kontak dan bersentuhan dengan koagulan, sehingga akan membentuk gumpalan dengan segera yang makin lama makin besar, kemudian dengan segera akan mengendap.
C.2 Kombinasi Penggumpalan dan Pengendapan.
Teknik ini merupakan gabungan yang terdiri dari bagian yang berfungsi sebagai tempat untuk penggumpal dan pengendapan. Hal yang perlu diperhatikan yaitu :
a. pH, pH koagulasi adalah 6,5 (optimal), pH lebih dari 7,5 koagulasi sulit. pH kurang dari 6 harus dinaikkan dulu, hal ini dikarenakan Al2SO4 akan larut, lebih baik kita menaikkan pH daripada menurunkannya, untuk menaikkan pH dipergunakan kapur, sedangkan pH optimal untuk besi adalah 8 – 10, pengaturan pH dilakukan dengan penambahan asam sulfat, kapur atau soda.
b. Kecepatan pencampuran dan penggumpalan serta pengadukan, kecepatan flash mixing + 1 m/detik, sedangkan slow mixing 30 – 40 cm/detik
c. Jenis koagulan (alum atau senyawa besi) dan jumlah koagulan yang akan dipakai
d. Derajat kekeruhan
e. Suhu, makin tinggi suhu pembentukan flok-flok makin cepat, dengan demikian waktu proses pencampuran akan lebih rendah, dan apabila suhu lebih rendah maka waktu pencampuran lebih lama
Indonesia dengan suhu 26OC, memerlukan waktu 7 - 10 menit
Amerika dengan suhu 10 – 15OC, memerlukan waktu 30 – 60 menit
Fungsi koagulan secara menyeluruh untuk menghilangkan kekeruhan, bahan organik, anorganik, bakteri pathogen, plankton, penyebab rasa serta bau dan sebagainya.
C.3 Bahan Pembantu Koagulasi.
Jika koagulasi secara biasa dilakukan tidak berhasil, maka sering digunakan bahan
pembantu koagulasi. Sebagai bahan pembantu koagulasi sering digunakan silikagel aktif, gel aktif lainya serta beberapa jenis polimer. Pengendapan terhadap benda-benda hidup seperti plankton dengan cara biasa akan mengalami kesulitan, sehingga perlu dimatikan terlebih dahulu dengan tawas yang dicampur bahan algisida seperti tembaga sulfat.
D. Penyaringan halus
Perlakuan air dengan penyaringan kasar dapat dipisahkan benda-benda terapung yang terlihat oleh mata seperti, daun, plastik, sarnpah dan sebaginya. Pada proses pengendapan sebagian besar bahan-bahan padat tersuspensi dapat diendapkan. Pada proses koagulasi sebagian besar dari bahan pengotor akan diendapkan, sedangkan sisanya masih terdapat di dalam air, misal: zat yang tidak dapat mengendap yaitu: koloid, warna, bau, rasa dan bakteri. Proses penyaringan halus dapat dilakukan setelah beberapa proses sebelumnya sehingga air menjadi lebih bersih, karena akan ditahan oleh filter atau penyaring halus. Penyaringan ini pada dasarnya melewatkan air rnelalui lapisan penyaring yang terbuat dari pasir, arang aktif (karbon) dan sebagainya.
Pertama kali cara penyaringan ini digunakan pasir balus dengan diameter 0,25-0,35 mm dan proses penyaringan sangat lambat, yaitu hanya 130-150/m2 luas penyaring/jam. Sehingga tidak efisien karena memerlukan bahan penyaringan yang banyak, lapisan yang luas dan waktu yang lama. Kemudian dikembangkan sistim baru yang disebut sebagai sistim penyaringan cepat (rapid gravity filtration), yaitu menggunakan pasir diameter 0,5 mm dengan kedudukan lebih tiriggi, penyaringan berjalan cepat 4000-5000 liter/m2/jam. Selanjutnya di lakukan perbaikan dan penyempurnaan teknik pengolahan, penjernihan dan penyehatan air seperti pada sitim sedimentasi, koagulasi, filtrasi dan sebagainya, sehirigga kecepatan penyaringa dapat lebih ditingkatkan menjadi antara 8000-10.000 liter/m2/jam atau lebih.
D.1 Persyaratan pasir sebagai penyaring
Pasir yang digunakan harus bersih, keras serta tahan terhadap gesekkan, yang terbaik adalah jenis pasir Quarts karena tahan terhadap asam klorida, dalam perendaman 24 jam tidak lebih dari 5% yang hilang. Ukuran pasir dibedakan menjadi 3 jenis yaitu : pasir kasar (coarse) antara 0,4 - 2,0 mm, pasir (medium) antara 0,3 - 1,8 mm, dan pasir halus (fine) antara 0,25 - 1,5 mm. Penggunaan pasir halus diperlukan jika hasil penjernihan sebelumnya tidak dapat diharapkan atau jika diinginkan air yang lebih bersih dari kekeruhan dan kuman.
D.2 Jenis penyaring pasir
a. Penyaring gravitas.
Air dialirkan ke dalam penyaring tanpa bantuan pompa, tetapi dengan adanya gaya berat yang ditimbulkan oleh perbedaan batas permukaan air, di dalam tangki dan penampung dapat menyebabkan proses penyaringan berlangsung, misal: penyaring pasir lambat (slow sand filter) dan penyaring pasir cepat (fast sand filter = pressure filter).
b. Penyaring bertekanan.
Proses penyaringan yang terjadi dan dipercepat oleh adanya tekanan buatan (pompa).
Penyaring lambat.
Sudah jarang digunakan, tetapi paling eknomis dan cocok digunakan untuk daerah tropis karena tidak terjadi pembekuan saringan, sederhana, daya menyaring kuman 99%, memerlukan pra-sedimentasi, kekeruhan harus kurang dari 50 mg/kg, kandungan warna di atas 30 mg/kg tidak dapat disaring. Cocok di gunakan di daerah pedusunan.
Penyaring cepat.
Untuk menyaring air dari kekeruhan, warna, pencemaran bakteri. Kecepatan lebih tinggi dan penyaring lambat (+ 25 kalinya), juga memerlukan pra-sedimentasi untuk menghilangkan gangguan sebanyak mungkin. Cocok digunakan didaerah perkotaan.
E. Pelunakan
Pelunakan adalah penghilangan ion tertentu dalam air yang dapat bereaksi dengan zat lain, yang mengakibatkan distribusi air serta penggunaanya terganggu. Kesadahan air terutama disebabkan oleh adanya ion Ca2+ , Mg2+ kadang-kadang juga oleh ion Mn dan Fe2+ (fero). Air dengan kesadahan tinggi umumnya terdapat di daerah yang berkapur. Sifat air bersadah dengan sabun tidak terjadi busa, sehingga akan mengkonsumsi sabun lebih banyak.
E.1 Tujuan pelunakan air atau pengurangan kesadahan air
a. Mengurangi penggunaan sabun, biaya, waktu dan tenaga pencucian,
b. Meningkatkan efisiensi penyaringan.
c. Mencegah terjadinya kerak dalam pipa atau ketel uap.
d. Menghilangkan warna yang ditimbulkan oleh besi atau mangan.
e. Mengurangi sifat korosfi air dan memperbaiki sifat air.
E.2 Kesadahan air
Kesadahan air disebahkan larutnya garam-garam tertentu dalam air. Berdasarkan garam yang larut dibedakan menjadi kesadahan tetap dan sementara, Kesadahan tetap adalah kesadahan yang disebabkan oleh terlarutnya garam Ca dan Mg - Karbonat atau bikarbonat dalam air. Kesadahan sementara adalah kesadahan yang disebabkan oleh terlarutnya garam Ca dan Mg - Sulfat, nitrat klorida dalam air, Kesadahan total adalah jumlah total kesadahan tetap ditambah kesadahan sementara yang dinyatakan sebagai kalsium karbonat dalam air dinyatakan sebagai jumlah kalsium karbonat dalam air (mg/kg). Satuan kesadahan yang digunakan adalah derajat Jerman, Perancis, Inggris atau Amerika Serikat.
E.3 Metoda pelunakan
Pelunakan air berarti menghilangkan penyebab kesadahan. Prinsip pelunakan air pada berbagai metoda adalah sama, yaitu menghilangkan sifat garam penyebab kesadahan, Kesadahan sementara dapat dihilangkan dengan cara pendidihan air, sedangkan kesadahan tetap dengan cara ini tidak dapat dilakukan. Tetapi garam-garam Mg dan Ca - sulfat, nitrat dan klorida dapat dirubah menjadi garam karbonat yang tidak larut, yang kemudian dipisahkan dengan pengendapan dan penyaringan. Kerak pada dinding pipa air atau ketel uap disebabkan oleh adanya kelebihan ion Ca2+ dan CO32- yang membentuk lapisan kerak sehingga mengurangi penampang dalam dari pipa yang akan mengakibatkan aliran air terganggu atau menyulitkan pemanasan ketel uap.
E.4 Beberapa metoda pelunakan air
a. Proses pengendapan senyawa Ca2+ dan Mg2+
1. Proses kapur. Prinsip dikerjakan dengan penarnbahan kapur ke dalam air, sehingga terbentuk garam Ca dan Mg - karbonat yang rnengendap, yang kemudian dapat dipisahkan.
2. Metoda kapur-soda. Prinsip pada proses kapur-soda dapat dikurangi kesadahan tetap dan sementara, sedangkan kesadahan tetap dapat dikurangi dengan penambahan soda abu (Na2CO3).
Keuntungannya : Proses cepat (1-2 jam), dapat dilakukan bersamaan dengan flokulasi, cara sederhana, efisiensi cukup tinggi dan biaya murah.
b. Proses pertukaran ion Ca dan Mg dengan Na, K dan H (Proses Zeolit).
Air dialirkan melalui saluran/kolom yang berisi Zeolit (ion exchanger = penukar ion), sehingga setelah melalui Zeolit ion Ca atau Mg yang di dalam air akan diikat dan sebagai gantinya akan dilepaskan ion Na, K dan H dari Zeolit,
Kerugiannya: Memerlukan instalasi yang lengkap dengan penukar ion, me merlukan regenerasi jika penukar ion sudah tidak mampu lagi untuk melakukan proses penukaran ion, tidak dapat dilakukan bersamaan dengan proses lain, air yang diproses tidak boleh keruh, cara penggunaan instalasi rumit, biaya pengoperasian sangat mahal.
Keuntungannya : Proses sangat cepat, efisiensi tinggi, air dapat dilunakkan hingga nol, selama proses tidak terbentuk endapan.
c. Proses kontak air dengan butir pasir atau kapur.
Air dialirkan melalui lapisan pasir atau kapur sehingga akan terjadi kontak dengan air dan ion Ca dan Mg akan diikat oleh pasir yang mengandung silikat atau kapur yang mengandung kalsium.
Kerugiannya : Proses sangat lambat, tidak dapat dilakukan secara bersama dengan proses lain, efisiensi rendah, memerlukan sauran, kolom atau lapisan pasir atau kapur untuk melakukan proses kontak dengan air.
Keuntungannya : Cara sederhana dan biaya sangat murah
F. Aerasi
Aerasi dikerjakan dengan cara menghembuskan atau mengalirkan gas oksigen atau menjatuhkan air melalui tangga air, sehingga oksigen udara akan diikat atau larut dalam air. Atau oksigen diberikan pada cairan dalam bejana aerasi dengan cara mendispersikan. gelembung udara melalui diffuser yang terendam air atau dengan memasukkan udara ke dalam air secara mekanik. Diffuser udara berupa lempeng, tabung. atau katup berpori yang berhubungan dengan pipa udara pada dasar tangki atau pipa di atas yang dapat dilepas dari tangki. Diffuser keramik dibuat sebagai tabung, kubah atau lempeng. Udara bertekanan kuat melalui bagian berpori yang dilepaskan sebagai gelembung udara halus. Diffuser tabung gelembung udara menengah/medium biasanya berkonstruksi sebagai tabung perforasi yang dilapisi dengan lempeng deflektor, tabung fleksibel atau kantung yang dibuat dari kain sintetik, Alat pembuat gelembung kasar adalah lubang atau katup yang didesain sedemikian rupa sehingga udara dihentikan sebagai gelembung udara dan didispersikan disekeliling air. Walaupun masing-masing diffuser mempunyai ciri-ciri individu, katup gelembung besar digunakan untuk rnenjaga gerakan bebas dan diffuser gelembung halus mempunyai efisiensi pemindahan oksigen yang lebih tinggi. Aerator mekanik berupa dayung horizontal, turbin vertikal dan tabung turbin arus vertikal.
Tujuan aerasi ialah menghilangkan gas karbon dioksida atau gas lain serta memperbaiki rasa dan bau air, dapat juga rnenghilangkan kelebihan besi menjadi bentuk ion feri atau besi bermartabat 3 dengan cara oksidasi.
Kecepatan pemindahan oksigen dari gelembung udara ke dalam cairan dinyatakan sebagai persamaan :
R = K ( β Cs – Ct )
Faktor K tergantung pada karakteristik air kotor, dan lebih penting pada cirri-ciri fisika dari sistim aerasi, seperti jenis diffuser, kedalaman cairan dalam tangki, campuran turbulen dan konfigurasi kolam.
K = Koefisien penjenuhan oksigen dari air kotor, biasanya 0,8 hingga 0,9
Cs = Konsentrasi oksigen terlarut pada penjenuhan untuk air murni, mg/L.
Ct = Konsentrasi oksigen terlarut yang ada dalam campuran cairan, mg/L.
(β Cs-Ct) = Kekurangan oksigen terlarut, mg/L.
Penggunaan kecepatan oksigen terlarut adalah penting bagi fungsi dari makanan ke mikroorganisme (pemuatan BOD dan peniode aerasi) serta suhu. Secara biologik pengambilannya kurang dari 10 mg/L, jam. Untuk pengembangan proses aerasi + 30 mg/L, jam, sedangkan untuk kecepatan tinggi l00 mg/L, jam.
Aktifitas biologik aerob tersendiri dan oksigen terlarut di atas mempunyai nilai kritis minimum
G. Desinfeksi
Air hasil penyaringan/penjernihan pada umumnya masih mengandung bakteri/kuman, hingga perlu dihilangkan dengan jalan disenfeksi atau sterilisasi yang merupakan tindakan akhir dari proses keseluruhan penjernihan air. Desinfeksi bertujuan untuk membunuh kuman terutama kuman pathogen yang ada di dalam air. Mikroorganisme ini sangat dipengaruhi oleh desinfektannya dan kuman itu sendiri
a. Syarat-syarat bahan desinfeksi
• Tidak boleh membahayakan kesehatan lingkungan
• Dapat diterima oleh tubuh manusia dan masyarakat pemakai
• Mempunyai daya desinfeksi untuk waktu yang cukup lama
b. Desinfeksi dapat dilakukan dengan berbagai cara, yaitu :
• Penggunaan ozon /ozonisasi.
• Penyinaran dengan sinar ultra violet
• Penambahan kapur
• Proses elektro katoda
• Pemambahan KMnO4
• Perebusan /pemasakan
• Penambahan senyawa klor/klorinasi
• Penyimpanan jangka panjang
G.1 Penggunaan 0zon/Ozonisasi
Ozon adalah germisida yang kuat juga merupakan sebagai bahan oksidasi untuk destruksi senyawa organik dan untuk oksidasi besi tereduksi atau garam mangan menjadi oksida yang tidak larut. Penggunaan ozon untuk desinfeksi air secara resmi digunakan di Perancis sejak tahun 1906, kemudian berkembang dan menjadi penting pada pengolahan air.
3 O2 2 O3
Untuk desinfeksi secara normal ozonisasi dilakukan pada akhir proses, setelah dilakukan penambahan bahan kimia, flokulasi, sedimentasi dan penyaringan. Penggunaan ozon secara normal sebagai desinfektan adalah 2,0 hingga 4,0 mg/L, ozon lebih kuat sebagai bakterisida dari pada klorin; waktu kontak yang diperlukan untuk mendapat desinfeksi bakteri yank diinginkan lebih penting menggunakan ozon. Oksidasi ozon pada besi dan mangan yang larut.
terbentuk besi hidroksida yang tidak larut
Fe2+ + O3 + H2O Fe3++ O2 + 2 (OH)-
Fe3+ + 3H2O Fe(0H)3↓ + 3H+
terbentuk mangan dioksida yang tidak larut
Mn2+ + O3 + H2O Mn4+ + O2 + (OH)-
Mn4+ + 4(OH)- Mn(OH)4 MnO2↓ + 2H2O
kelebihan ozonisasi pada senyawa mangan akan proses oksidasi berlangsung hingga terbentuk sapta valensi yang larut, ion permanganat yang berwarna merah muda (pink).
Mn2+ atau Mn4+ + 4O3 MnO4- + 4 O2
Permanganat adalah toksik harus dicegah masuk ke dalam jaringan distribusi air, yang dengan perlahan mereduksi menjadi mangan dioksida yang tidak larut, untuk mencegah kemungkinan ini ozonisasi untuk oksidasi besi atau mangan secara normal dilakukan sebelum proses penyaringan.
MnO4- + organik MnO2 ÷ organik teroksidasi
Sianida toksik akan teroksidasi oleh ozon menjadi senyawa yang kurang toksik.
(CN)- + O3 (CNO)- + O2
2(CNO)- + 2H2O 2CO2 ÷ N2 + H+
Ion sulfida mudah dioksidasi oleh ozon menjadi sulfat
S2- + O3 S SO32- SO42-
derajat oksidasi yang diperoleh akan tergantung dari jumlah ozon yang digunakan dan waktu lamanya kontak.
Ion nitrit dioksidasi sangat cepat oleh ozon menjadi nitrat.
NO2- + O3 NO3- + O2
Di bawah kondisi normal yang ditentukan dalam pengolahan air, amonia tidak bereaksi dengan ozon di bawah pH 9,0 oleh karena itu amonia dalam suplai bahan baku air akan dilakukan melalui pengolahan dan dirubah secara biologik menjadi nitrat. Secara umum adanya amonia tidak dikehendaki ada di dalam air hasil pengolahan akhir, sebab amonia dengan klorin bebas membentuk kloramin, yang kurang menguntungkan sebagai desinfektan dari pada residu klorin bebas.
Ozon mengoksidasi dan menghilangkan senyawa organik
Menghilangkan warna
Warna dalam air minum merupakan senyawa anorganik dan dekomposisi bahan alam dan disebabkan oleh adanya sebagian konjugasi tidak jenuh, di sebut kromofor; ozon biasanya reaktif terhadap gugus tidak jenuh, rantai karbon berikatan ganda untuk menghasilkan keton, aldehida atau asam karboksilat, tengantung pada pengganti lain dan atom karbon yang mempengaruhi, jumlah ozon yang digunakan, waktu lamanya kontak, suha dsb. Secepat konjugasi yang diganggu oleh ozon warna hilang.
Mengoksidasi senyawa organik lain.
Senyawa organik yang menyebabkan masalah rasa dan bau (fenol—fenol , hasil metabolit dan metabolisme algae) dan beberapa deterjen dan pestisida dapat dioksidasi pada ozonisasi
Pengontrol algae.
Algae tumbuh dan berkembang dalam air oleh adanya cahaya matahari, adanya jumlah. algae yang besar akan menyumbat penyaringan dalam pengolahan air, sehingga rnemerlukan beberapa kali pencucian kembali. Ozonisas menghentikan proses metabolik dan beberapa tipe algae, dengan cara mengoksidasi isi bahan organik algae.
Pengontrol kekeruhan dan mikroflokulasi
Jika kekeruhan disebabkan oleh ukuran koloid bahan padat yang tersupensi, ozonisasi kadang-kadang akan merubah sifat dasar kimia dan permukaan partikel, diikuti partikel terkoagulasi dan mengendap. Ozonisasi menurukan kekeruhan. Jika ozonisasi dilakukan pada air yang mengandung sejumlah besar bahan organik yang terlarut, kekeruhan air kadang-kadang naik, ini diebabkan oleh masuknya oksigen ke dalam senyawa organik menghasilkan karboksil, karbonil dan gugus hidroksil. Ini adalah setengah polar yang besar sehingga dapat bergabung dengan kation polivalen yang juga ada, seperti kalsium, magnesium, besi, alumunium dan membentuk senyawa dengan struktur molekul berbobot molekul tinggi yang kemudian akan mengendap. Fenomena pembentukan kekeruhan setelah ozonisasi kemudian disebut sebagai mikroflokulasi oleh Maier (1979).
G.2 Penyinaran dengan Sinar Ultraviolet
Penyinaran dengan sinar ultraviolet terjadi pada bak air terbuka secara otomatis dari cahaya matahari. Hal ini tidak dapat terjadi jika cuaca mendung atau hujan. Cara buatan dengan menggunakan sinar lampu ultraviolet-UV kurang efisien dan biaya menjadi mahal.
G.3 Penambahan Kapur
Penggunaan kapur atau air kapur sebagai desinfeksi memberikan efek samping yaitu terjadi pelunakan air. Penggunaan kapur yang berlebihan hingga 14,3 - 43 mg/L dapat mengurangi bakteri koli hingga 99 - 100%, tetapi cara ini tidak disukai sehingga tidak digunakan lagi.
G.4 Proses Elektro-Katoda
Digunakan elektroda perak yang dimasukkan ke dalam air, kemudian dihubungkan dengan arus listrik searah selama 15 hingga 200 menit tergantung pada kondisi airnya. Cara ini sangat mahal, adanya bahan tersuspensi, bahan organik dan asam sulfida harus dihilangkan terlebih dahulu agar tidak mengganggu serta merusak elektroda..
G.5 Penambahan Kalium Permanganat.
Cara ini digunakan untuk desinfeksi air dalam jumlah kecil, dosis 0,85 - 1,85 mg/L telah mampu membunuh + 98% bakteri dalam waktu 4 - 6 jam. Kalium permanganat dilarutkan dalam air jika warna ungu hilang, hal ini menunjukkan bahwa air mengandung bahan organik. Penambahan kalium permanganat diteruskan hingga warna ungu tidak hilang, air baru dapat didimakan setelah 2 hari kalium permanganat ditambahkan. Kalium permanganat dapat berfungsi pula sebagai algisida dan menghilangkan warna serta zat besi dalam air. Kerugiannya bahwa permanganat toksik bagi tubuh manusia.
G.6 Pemasakan/Pendidihan air.
Dalam jumlah kecil dapat dilakukan dengan mudah dan sangat efektif, tetapi dalam jumlah besar kurang efisien dan tidak ekonomis. Biasanya cara ini digunakan untuk keperluan rumah tangga atau laboratorium.
G.7 Penambahan senyawa klor atau klorinasi
Penggunaan klor (Cl2) sebagai bahan desinfektan dirintis oleh : John L. Leal dengan rnenggunakan CaOCI2, penggunaan klor umumnya digunakan sebagian besar instalasi penjernihan air. Jika klor dicampur dengan air yang bebas amoniak, nitrogen organik yang tereduksi, maka akan terjadi reaksi :
Cl2 + H2O HCl + HOCl H+ + OCl-
asam hipoklorit (HOCl) dan ion OCl- merupakan klor bebas yang berperan sebagai pembunuh bakteri. Desinfeksi akan terjadi secara cepat jika pH + 7 atau sedikit lebih di atasnya. Jika air mengandung arnoniak, nitrogen organik atau bahan organik, maka akan terajdi reaksi sebagai berikut : proses akan berlangsung terus sehingga semua NH4 dan N-organik bereaksi sempurna, hingga menjadi trikloramin yang kurang aktif sebagai desinfektan.
NH3 + HOCl NH2Cl + H2O
pH > 8,5 monokloramin
NH2Cl + HOCl NHCl2 + H2O
dikloramin
NHCl2 + HOCl NCl3 + H2O
pH < 4,4 trikloramin
a. Klor yang digunakan untuk penjernihan air umumnya sebagai tepung pemutih (bleaching powder) atau CaOCl2 (kalsium hipoklorit) larutan yang digunakan adalah 1 mg/L, sehingga diharapkan sisa klor 0,1 - 0,2 mg/L.
b. Dosis klor tergantung pada : adanya bahan organik dalam air ; pH air; kandungan gas CO2 ; suhu dan lamanya kontak yang diperlukan.
Keefektifan proses desinfeksi ditetapkan dengan pengujian terhadap golongan koliform sebagai indikator dan kualitas air. Sensitivitas bakteri terhadap diketahui dengan baik, sedangkan efek pada kista Protozoa dan virus enterik lebih resisten dan pada koliform dan bakteri enterik lainnya.
pH Minimum residu klorin bebas yang tersedia setelah kontak 10 menit (mg/L) Minimum residu klorin terkombinasi yang tersedia setelah kontak 10 menit (mg/L)
6,0
7,0
8,0
9,0
10,0 0,2
0,2
0,4
0,8
0,8 1,0
1,5
1,8
3,0
3,0
Tabel : residu klorin minimum yang direkomendasikan sebagai bakterisida pada
suhu 20 – 25 OC
Residu minimum untuk menidakaktifkan virus dan destruksi kista protozoa sangat besar. Oleh karana itu perlakuan yang direkomendasikan untuk air. permukaan termasuk : koagulasi, sedimentasi. dan penyaringan untuk mengurangi kepadatan virus dan menghilangkan kista secara fisika, diikuti dengan klorinasi untuk mebentk residu klor bebas. Dengan proses air tersebut, pembentukan residu seperti yang direkomendasi di atas membuktikan bahwa di peroleh hasil yang memuaskan untuk melindungi suplai air bagi masyarakat.
H. Menghilangkan Warna, Bau dan Rasa
Warna air yang disebabkan adanya bahan-bahan organik koloid dengan bahan terlarut, misal besi, mangan dan sebagainya. SaIah satu tujuan dari pengolahan air yaitu menghasilkan air yang segar serta secara estetika menyenangkan. Adanya hal yang tidak menyenangkan dari warna, bau dan rasa dalam air yang didistribusikan, dapat menyebabkan masyarakat bertanya apakah air tersebut aman untuk dikonsumsi. Rasa dan warna mungkin dipengaruhi oleb garam anorganik atau ion logam, bermacam-macam bahan kimia organik yang diketemukan dalam alam atau hasil limbah industri atau hasil pertumbuhan biologi. Algae paling sering menyebabkan masalah pada rasa dan bau dalam suplai air permukaan. Aktifitas metabolik menghasilkan senyawa yang berbau, memberi bau amis, seperti rumput, apak atau busuk. Cara menghilangkan atau menetralkan warna, bau dan rasa dilakukan dengan penambahan prusi (tembaga-II sulfat), aerasi, pemberian karbon atau arang aktif dan ozonisasi.
I. Desalinasi.
Ialah proses pembuatan air tawar dari sumber air asin/laut, yang dilakukan dengan berbagai cara tergantung dengan fasilitas yang tersedia. Sebagai contoh: destilasi, osmosis terbalik/hiperfiltrasi, elektrodialisa, pendinginan dan lain-lainnya. Desalinasi secara destilasi adalah cara yang paling banyak digunakan, sebagai sumber panas digunakan tenaga surya atau sumber panas buatan atau sumber panas hasil sampingan industri. Osmosis terbalik dan elektrodialisis digunakan untuk menghilangkan garam air payau dan air tanah atau untuk mengurangi konsentrasi kontaminan berbahaya bagi kesehatan manusia yaitu : nitrit, fluorida dan radionukleida.
Air laut mengandung 35.000 mg/L atau lebih, umumnya adalah natrium klorida. Desalinasi dengan cara destilasi adalah paling cocok karena tidak tergantung dan konsentrasi zat padat yang larut. Proses dengan memanaskan air laut hingga rnendidih dan dirubah menjadi uap, kemudian uap air berkondensasi menjadi air bebas garam. Air payau air tanah mengandung beberapa ribu mg/L zat padat terlarut, yang dapat dihilangkan garamnya dengan cara elektrodialisa. Dalam proses ini ion dipisahkan dari air dengan cara menarik melalui dinding ion selektif permeabel menggunakan potensial elektrik.
Desalinasi merupakan cara yang sangat bermanfaat untuk keperluan industri lepas pantai, kapal, kepulauan yang tidak memiliki sunber air tawar atau negara gurun pasir.
Rabu, 22 April 2009
Senin, 26 Januari 2009
SAMPLING DARAH KAPILER
Prinsip :
Melakukan penusukkan pada bagian ujung jari secara aseptis untuk mendapatkan sempel darah perifer.
Alat – alat / bahan :
1. Lancet steril.
2. Kapas alkohol.
3. Tabung penampung ukuran mikro.
4. Kapas kering.
5. Mikropore.
6. Penghangat tumit ( handuk hangat dsb ).
Cara kerja :
1. Dibersihkan dengan kapas alkohol 70 % bagian yang akan ditusuk, biarkan kering dengan sendirinya.
2. Bagian jari yang akan ditusuk dipegang agar tidak bergerak dan jangan diremas.
3. Tusuk dengan cepat memakai lancet steril dengan posisi lancet tegak lurus.
4. Tetes darah pertama dilap dengan kertas kering, tetes berikutnya diperlukan sebagai sempel sesuai keperluan pemeriksaan.
5. Setelah selesai diambil darahnya, bekas luka ditutup dengan kapas kering dan diplester dengan mikropore.
Pembahasan :
1. Pada orang dewasa diambil pada ujung jari tangan kedua, ketiga dan keempat, anak daun telinga, pada anak – anak dan bayi diambil pada bagian ibu jari kaki dan tumit.
2. Tusuklah agak dalam agar darah mudah keluar ( ± 2.4 mm ).
3. Jangan menekan jari, telinga atau tumit yang ditusuk untuk mendapatkan darah karena akan bercampur dengan cairan jaringan.
4. Jangan menusuk pada bagian yang sudah pernah diambil.
5. Jangan menusuk paralel dengan guratan sidik jari, sebab darah akan mengalir kebawah jari dan akan sulit ditampung.
6. Jika bagian tubuh yang akan diambil terasa dingin jangan ditusuk sebab darah yang akan keluar akan sedikit, sebaiknya dihangatkan dahulu.
Kesimpulan :
Sampling darah sangat dipengaruhi pemeriksaan, untuk itu hindari darah yang beku dan bercampur cairan jaringan serta hindari teknik pengambilan yang kurang baik.
Daftar Pustaka :
R. Ganda Subrata ; Penuntun Laboratorium Klinik, PT. Dian Rakyat, 1985.
Prinsip :
Melakukan penusukkan pada bagian ujung jari secara aseptis untuk mendapatkan sempel darah perifer.
Alat – alat / bahan :
1. Lancet steril.
2. Kapas alkohol.
3. Tabung penampung ukuran mikro.
4. Kapas kering.
5. Mikropore.
6. Penghangat tumit ( handuk hangat dsb ).
Cara kerja :
1. Dibersihkan dengan kapas alkohol 70 % bagian yang akan ditusuk, biarkan kering dengan sendirinya.
2. Bagian jari yang akan ditusuk dipegang agar tidak bergerak dan jangan diremas.
3. Tusuk dengan cepat memakai lancet steril dengan posisi lancet tegak lurus.
4. Tetes darah pertama dilap dengan kertas kering, tetes berikutnya diperlukan sebagai sempel sesuai keperluan pemeriksaan.
5. Setelah selesai diambil darahnya, bekas luka ditutup dengan kapas kering dan diplester dengan mikropore.
Pembahasan :
1. Pada orang dewasa diambil pada ujung jari tangan kedua, ketiga dan keempat, anak daun telinga, pada anak – anak dan bayi diambil pada bagian ibu jari kaki dan tumit.
2. Tusuklah agak dalam agar darah mudah keluar ( ± 2.4 mm ).
3. Jangan menekan jari, telinga atau tumit yang ditusuk untuk mendapatkan darah karena akan bercampur dengan cairan jaringan.
4. Jangan menusuk pada bagian yang sudah pernah diambil.
5. Jangan menusuk paralel dengan guratan sidik jari, sebab darah akan mengalir kebawah jari dan akan sulit ditampung.
6. Jika bagian tubuh yang akan diambil terasa dingin jangan ditusuk sebab darah yang akan keluar akan sedikit, sebaiknya dihangatkan dahulu.
Kesimpulan :
Sampling darah sangat dipengaruhi pemeriksaan, untuk itu hindari darah yang beku dan bercampur cairan jaringan serta hindari teknik pengambilan yang kurang baik.
Daftar Pustaka :
R. Ganda Subrata ; Penuntun Laboratorium Klinik, PT. Dian Rakyat, 1985.
PEWARNAAN GRAM
Prinsip :
Merupakan pewarnaan diferensial yang membedakan antara bakteri Gram positif dan Gram negatif berdasarkan kemampuan bakteri mempertahankan warna para rosanilin, seperti kristal violet, metil violet atau gentian violet setelah proses dekolorisasi dengan aseton, alkohol atau aseton iodium.
Komposisi :
1. Kristal violet bermanfaat sebagai pewarnaan primer. Zat warna primer ini diikuti dengan pemberian larutan iodine, yang disebut mordant, biasanya suatu senyawa metalik yang bergabung dengan zat warna untuk membentuk senyawa berwarna yang tidak larut. Presipitat yang tidak larut ini disebut: kompleks kristal violet iodine.
2. Decolorizer biasanya etanol 95% atau alkohol aseton.
3. Safranin berfungsi sebagai zat warna pulas tanding.
Mekanisme :
Beberapa spesies bakteri mempunyai sifat kimia alami pada dinding selnya yang dapat menahan kristal violet setelah diberikan decolorizer. Di bawah mikroskop bakteri yang dapat menahan warna ini tampak biru gelap, disebut Gram +. Sedangkan pada beberapa bakteri, kristal violet menghilang setelah pemberian decolorizer. Bakteri tersebut kemudian menahan pulasan tanding Safranin sehingga tampak merah, dan disebut Gram -.
Teori Penyebab Gram + dan Gram - :
1. Gram Negatif ( - )
Dinding sel Gram – mempunyai kandungan lipid yang lebih besar. Lipid larut dalam alkohol dan aseton ( decolorizer ). Hilangnya dianggap meningkatkan ukuran pori dinding sel dan menyebabkan terjadinya dekolorisasi yang lebih cepat.
2. Gram Positif ( + )
Kompleks kristal violet – iodine - ribonukleat membentuk Gram +. Ikatan ini tidak dapat dipecah oleh decolorizer.
Faktor- faktor yang menyebabkan variasi reaksi Gram :
1. Pewarnaan berlebihan sehingga dinding sel luntur. Sel Gram + melepas zat warna primer dan menerima pulas tanding.
2. Densitas sel pada hapusan. Hapusan yang terlalu tipis tidak menimbulkan dekolorisasi yang seharusnya.
3. Konsentrasi dan kesebaran reagen Gram.
4. Lama dan proses pencucian setelah pemberian kristal violet, jumlah air yang tersisa pada hapusan waktu diberi iodine.
5. Sifat, konsentrasi, jumlah decolorizer.
6. Usia kultur bakteri. Reaksi Gram hanya untuk usia kultur sampai 24 jam. Pewarnaan Gram mungkin atipik pada kultur yang masih sangat baru, terlalu lama, mati atau degenerasi.
Quality control
Staphylococcus aureus berwarna biru atau ungu, untuk Gram +
Escherichia coli berwarna merah, untuk Gram - .
Kepustakaan:
1. Koneman EW, Allen SD, Janda WM, et al. Color atlas and textbook of diagnostic microbiology. 5th ed. Lippincott. Philadelphia.1997 : p86-8.
2. Beishir L. Gram staining.In : Microbiology in practise. A self instructional laboratory course.5th ed. Harper Collins. New York.1991 : p 223 - 30.
Prinsip :
Merupakan pewarnaan diferensial yang membedakan antara bakteri Gram positif dan Gram negatif berdasarkan kemampuan bakteri mempertahankan warna para rosanilin, seperti kristal violet, metil violet atau gentian violet setelah proses dekolorisasi dengan aseton, alkohol atau aseton iodium.
Komposisi :
1. Kristal violet bermanfaat sebagai pewarnaan primer. Zat warna primer ini diikuti dengan pemberian larutan iodine, yang disebut mordant, biasanya suatu senyawa metalik yang bergabung dengan zat warna untuk membentuk senyawa berwarna yang tidak larut. Presipitat yang tidak larut ini disebut: kompleks kristal violet iodine.
2. Decolorizer biasanya etanol 95% atau alkohol aseton.
3. Safranin berfungsi sebagai zat warna pulas tanding.
Mekanisme :
Beberapa spesies bakteri mempunyai sifat kimia alami pada dinding selnya yang dapat menahan kristal violet setelah diberikan decolorizer. Di bawah mikroskop bakteri yang dapat menahan warna ini tampak biru gelap, disebut Gram +. Sedangkan pada beberapa bakteri, kristal violet menghilang setelah pemberian decolorizer. Bakteri tersebut kemudian menahan pulasan tanding Safranin sehingga tampak merah, dan disebut Gram -.
Teori Penyebab Gram + dan Gram - :
1. Gram Negatif ( - )
Dinding sel Gram – mempunyai kandungan lipid yang lebih besar. Lipid larut dalam alkohol dan aseton ( decolorizer ). Hilangnya dianggap meningkatkan ukuran pori dinding sel dan menyebabkan terjadinya dekolorisasi yang lebih cepat.
2. Gram Positif ( + )
Kompleks kristal violet – iodine - ribonukleat membentuk Gram +. Ikatan ini tidak dapat dipecah oleh decolorizer.
Faktor- faktor yang menyebabkan variasi reaksi Gram :
1. Pewarnaan berlebihan sehingga dinding sel luntur. Sel Gram + melepas zat warna primer dan menerima pulas tanding.
2. Densitas sel pada hapusan. Hapusan yang terlalu tipis tidak menimbulkan dekolorisasi yang seharusnya.
3. Konsentrasi dan kesebaran reagen Gram.
4. Lama dan proses pencucian setelah pemberian kristal violet, jumlah air yang tersisa pada hapusan waktu diberi iodine.
5. Sifat, konsentrasi, jumlah decolorizer.
6. Usia kultur bakteri. Reaksi Gram hanya untuk usia kultur sampai 24 jam. Pewarnaan Gram mungkin atipik pada kultur yang masih sangat baru, terlalu lama, mati atau degenerasi.
Quality control
Staphylococcus aureus berwarna biru atau ungu, untuk Gram +
Escherichia coli berwarna merah, untuk Gram - .
Kepustakaan:
1. Koneman EW, Allen SD, Janda WM, et al. Color atlas and textbook of diagnostic microbiology. 5th ed. Lippincott. Philadelphia.1997 : p86-8.
2. Beishir L. Gram staining.In : Microbiology in practise. A self instructional laboratory course.5th ed. Harper Collins. New York.1991 : p 223 - 30.
Analisa Sperma
PEMERIKSAAN ANALISA SPERMA
1. Penerangan dan cara penampungan sperma manusia
Sebelum melakukan analisis sperma perlu terlebih dahulu untuk memberikan penerangan sejelas-jelasnya kepada pria yang akan diperiksa tersebut mengenai maksud dan tujuan analisis sperma dan juga untuk menjelaskan cara pengeluaran dan penampungan sperma tersebut. Penerangan mengenai cara pengeluaran, penampungan dan pengiriman sperma ke laboraturium. Sebelum pemeriksaan dilakukan sebaiknya pasien dianjurkan untuk memenuhi persyaratan sebagai berikut :
a. Melakukan abstinensia selam 3 – 5 hari, paling lama selama 7 hari.
b. Pengeluaran ejakulat sebaiknya dilakukan pada pagi hari dan harus dikeluarkan di laboratorium. Bila tidak mungkin, harus tiba di laboraturium paling lambat 2 jam dari saat dikeluarkan.
c. Ejakulat ditampung dalam wadah / botol gelas bemulut besar yang bersih dan steril ( jangan sampai tumpah ), Kemudian botol ditutup rapat-rapat dan diberi nama yang bersangkutan.
d. Pasien mencatat waktu pengeluaran mani, setelah itu langsung di serahkan pada petugas laboraturium untuk pemeriksaan dan harus diperiksa sekurang-kurangnya 2 kali dengan jarak antara waktu 1-2 minggu. Analisis sperma sekali saja tidak cukup karena sering didapati variasi antara produksi sperma dalam satu individu.
e. Sperma dikeluarkan dengan cara : rangsangan tangan (onani/masturbasi), bila tidak mungkin dapat dengan cara rangsangan senggama terputus (koitus interuptus) dan jangan ada yang tumpah.
f. Untuk menampung sperma tidak boleh menggunakan botol plastik atau kondom.
1.1 Beberapa cara memperoleh sperma
a. Masturbasi / Onani
Cara ini merupakan methode yang paling dianjurkan untuk memperoleh sperma, biasanya dengan tangan (baik tangan sendiri maupun tangan istrinya) atau dengan suatu alat tertentu. Kebaikan cara ini menghindari kemungkinan tumpah ketika menampung sperma, menghindari dari pencemaran sperma dengan zat-zat yang lain.
b. Coitus Interuptus ( CI )
Adalah melakukan persetubuhan secara terputus, hal ini kurang baik dianjurkan sebab :
Memungkinkan sperma dapat tercampur dengan cairan vagina, sehingga banyak mengandung epitel, leukosit, eritosit, bakteri, parasit, jamur dll.
Dalam jumlah penampungannya kurang, karena sperma sebagian dapat mesuk ke vagina. Disamping itu terjadi kesalahan pada pemeriksaan PH dan konsentrasi.
c. Coitus Condomatosus
Pengeluaran sperma dangan cara ini dilarang dan sangat tidak diperkenankan. Karena sebagian besar karet kondom mengandung bahan spermiacidal, yaitu bahan yang dapat mematikan sperma
d. Reflux poscital
Adalah suatu cara Coitus dimana setelah sperma keluar dan masuk kevagina, sperma tersebut dibilas demga pz atau cairan lainnya. Hal ini akan timbul kekeliruan dalam volume konsentrasi dan viskositas.
e. Massage prostat
Adalah suatu cara pengeluaran dengan cara memijat kelenjar prostat lewat rectum, disini jelas akan timbul kekeliruan dalam penafsiran pH, konsentrasi dan sebagainya yang keluar adalah cairan prostat.
Jadi cara memperoleh sperma yang paling baik adalah dengan onani meskipun faktor psikis ada pengaruhnya. Hal ini dapat terjadi pada orang desa, orang tertentu yang tidak bisa melakukan onani atau orang yang tidak mengerti tentang onani.
Biasanya orang kota lebih gampang dari pada orang desa, orang muda lebih mudah dari pada orang tua, orang yang tidak di sunat lebih gampang daripada orang yang di sunat, juga pengaruh religius.
Cara memperoleh sperma sebagai pilihan kedua adalah dengan cara Coitus Interuptus bila alasan religius cara pertama tidak memungkinkan.
1.2 Tempat Penampung Sperma
Sebenarnya semua alat boleh dipakai asalkan tempat tersebut tidak mengandung spermatotoxic. Sperma sangat tidak dianjurkan ditampung pada tempat-tempat yang terbuat dari :
1. Logam, sebab logam bisa mengganggu muatan listrik dan sperma, sehingga pergerakannya tergaggu.
2. Plastik sebab plastik umumnya mengandung gugus fenol (C6H5OH) sehingga sperma akan rusak.
Pada umumnya tempat yang digunakan menampung sperma terbuat dari gelas yang bersih . tidak mengandung spermatotoxic. Tetapi sperma dilarang ditempat yang terbuat dari :
» Tempat penampung sperma dianjurkan ditampung pada tempat yang terbuat dari bahan yang tidak bereaksi apa-apa.
» Tempat penampung sperma harus bermulut lebar supaya muat pada penis.
» Tempat diberi penutup agar tidak terkontaminasi
» Ukuran tempat penampung sperma 50 ml – 100 ml.
2. Pelaksanaan Analisa Sperma
Spermiogram memuat data-data tentang :
1. Volume sperma.
2. Bau.
3. pH
4. Warna.
5. Liquefaction.
6. Viskositas.
7. Aglutinasi.
8. Jumlah sperma / lapangan pandang.
9. Pergerakan spermatozoa.
10. Leucocyte.
11. Fruktosa.
2.1. Analisa sperma Secara Makroskopis
Sperma yang baru keluar selalu menunjukan adanya gumpalan atau koagolum diantara lendir putih yang cair. Pada sperma yang normal gumpalan ini akan segera mencair pada suhu kamar dalam waktu 15 – 20 menit. Peristiwa ini dikatakan sperma mengalami pencairan (Liquefaction).
Liquefaction terjadi karena daya kerja dari enzim – enzim yang diproduksi oleh kelenjar prostat, enzim ini disebut enzim seminim. Pemeriksaan makroskopis antara lain meliputi :
a. Pengukuran Volume
Dilakukan setelah sperma mencair, cara kerja :
ξ Sperma ditampung seluruhnya dalam botol penampung yang bermulut lebar untuk sekali ejakulasi
ξ Volume diukur dengan gelas ukur yang mempunyai skala volume 0,1 ml.
ξ Kemudian baca hasil.
Volume normal sperma belum jelas sampai sekarang, disebabkan lain bangsa lain volume. Bagi orang indonesia volume yang normal 2 – 3 ml. Volume yang lebih dari 8 ml disebut Hyperspermia, Sedangkan yang kurang dari 1 ml disebut Hypospermia.
Hypospermia disebabkan oleh :
Ejakulasi yang berturut-turut
Vesica seminalis kecil ( buntu cabstuksi )
Penampung sperma tidak sempurna
Hyperspermia disebabkan oleh :
Kerja kelenjar prostat dan vesika seminalis terlalu giat.
Minum obat hormon laki – laki.
Kesan volume ini menggambarkan kerja kelenjar prostat dan vesika seminalis.
b. PH
Sperma yang normal tidak banyak berbeda dengan pH darah, untuk mengukur pH cukup dengan menggunakan kertas pH kecuali dalam satu penelitian dapat digunakan pH meter. Cara kerjanya :
Celupkan kertas pH dalam sperma yang homogen yang terdapat dalam botol penampung, baca hasil. Sperma yang normal pH menunjukan sifat yang agak basa yaitu 7,2 – 7,8. pengukuran sperma harus segera dilakukan segera setelah sperma mencair karena akan mempengaruhi pH sperma. Juga bisa karena sperma terlalu lama disimpan dan tidak segera diperiksa sehingga tidak dihasilkan amoniak ( terinfeksi oleh kuman gram (-), mungkin juga karena kelenjar prostat kecil, buntu, dan sebagainya.
pH yang rendah terjadi karena keradangan yang kronis dari kelenjar prostat, Epididimis, vesika seminalis atau kelenjar vesika seminalis kecil, buntu dan rusak.
c. Bau Sperma
Spermatozoa yang baru keluar mempunyai bau yang khas atau spesifik, untuk mengenal bau sperma, seseorang harus telah mempunyai pengalaman untuk membaui sperma. Sekali seorang telah mempunai engalaman, maka ia tidak akan lupa akan bau sperma yang khas tersebut. Baunya Sperma yang khas tersebut disebabkan oleh oksidasi spermin (suatu poliamin alifatik) yang dikeluarkan oleh kelenjar prostat.
Cara pemeriksaannya :
ξ Sperma yang baru keluar pada botol penampung dicium baunya
ξ Dalam laporan bau dilaporkan : khas / tidak khas
Dalam keadaan infeksi sperma berbau busuk / amis. Sacara biokimia sperma mempunyai bau seperti klor / kaporit.
d. Warna sperma
Memeriksa warna sperma sekaligus memeriksa kekeruhan, sperma yang normal biasanya berwarna putih keruh seperti air kanji kadang-kadang agak keabu-abuan. Adanya lekosit yang disebabkan oleh infeksi traktus genitalia dapat menyebabkan warna sperma menjadi putih kekuningan. Adanya perdarahan menyebabkan sperma berwarna kemerahan.
Cara kerja :
Sperma yang ada dalam tabung reaksi diamati dengan menggunakan latar belakang warna putih menggunakan penerangan yang cukup.
e. Liquefection
Liquefaction dicheck 20 menit setelah ejakulasi (setelah dikeluarkan). Dapat dilihat dengan jalan melihat coagulumnya.
Bila setelah 20 menit belum homogen berarti kelenjar prostat ada gangguan (semininnya jelek).
Bila sperma yang baru diterima langsung encer mungkin :
Tak mempunyai coagulum oleh karena saluran pada kelenjar vesica seminalis buntu atau memang tak mempunyai vesika seminalis.
f. Viskositas (Kekentalan)
Kekentalan atau viskositas sperma dapat diukur setelah likuifaksi sperma sempurna. Pemeriksaan viskositas ini dapat dilakukan dengan dua cara :
Cara subyektif
Dengan menyentuh permukaan sperma dengan pipet atau batang pengaduk, kemudian ditarik maka akan terbentuk benang yang panjangnya 3 – 5 cm. Makin panjang benang yang terjadi makin tinggi viskositasnya.
Cara Pipet Elliason
Syaratnya sperma harus homogen dan pipet yang digunakan harus kering. Mengukur vikositas dengan menggunakan pipet elliason. Prosedurnya cairan sperma dipipet sampai angka 0,1, kemudian atas pipet ditutup dengan jari. Setalah itu arahkan pipet tegak lurus dan stopwath dijalankan, jika terjadi tetesan pertama stopwath dimatikan dan hitung waktunya dengan detik. Vikositas sperma normal < 2 detik. Semakin kental sperma tersebut semakin besar vikositasnya. Hal ini mungkin disebabkan karena :
- Spermatozoa terlalu banyak
- Cairannya sedikit
- Gangguan liquedaction
- Perubahan komposisi plasma sperma
- Pengaruh obat-obatan tertentu.
g. Fruktosa Kualitatif
Fruktosa sperma diproduksi oleh vesica seminalis. Bila tidak didapati fruktosa dalam sperma, hal ini dapat disebabkan karena
- Azospermia yang disebabkan oleh agenesis vas deferens
- Bila kedua duktus ejakulatorius tersumbat
- Kelainan pada kelenjar vesika seminalis
Cara pemeriksaan fruktosa :
- 0.05 ml sperma + 2 ml larutan resolsinol ( 0.5 % dalam alkohol 96% ) campur sampai rata.
- Panaskan dalam air mendidih 5 menit.
- Bila sperma mengandung fruktosa maka campuran diatas menjadi merah coklat atau merah jingga.
- Bila tidak ada fruktosa maka tidak menjadi perubahan warna.
Pemeriksaan fruktosa kualitatif ini harus merupakan pemeriksaan rutin pada sperma azoospermia
2.2 Analisa Sperma Secara Mikroskopik
Sebelum pemeriksaan mikroskopik, sperma tersebut harus diaduk dengan baik, untuk pemeriksaan mikroskopik maka 1 tetes sperma, diameter sekitar 2 – 3 mm, diletakan diatas gelas objek yang bersih dan kemudian ditutup dengan gelas penutup, Setelah itu siap di periksa dibawah pembesaran 100 X atau 400-600 X.
1. Jumlah Sperma Perlapang Pandang / Perkiraan densitas sperma
Sebelum menentukan atau menghitung konsentrasi sperma perlu dilakukan perkiraan kasar jumlah sperma agar dapat menentukan prosedur pengenceran yang akan digunakan dan untuk mempersiapkan sediaan apus untuk analisis morfologi.
Cara Pemeriksaanya :
- Diaduk sperma hingga homogen
- Diambil 1 – 3 tetes cairan sperma ditaruh diatas obyek glass lalu ditutup dengan cover glass(ukuran standar)
- Kemudian dilihat dibawah mikroskop dengan perbesaran 40 X
- Dihitung berapa banyak spermatozoa pada beberapa lapang pandang
Misalnya dihitung berturut-turut : lapang pandang
I = 10 Spermatozoa
II = 5 Spermatozoa
III = 7 Spermatozoa
IV = 8 Spermatozoa
Disini dalam laporan dituliskan terdapat 5 – 10 spermatozoa perlapang pandang. Perkiraan konsentrasi spermatozoa dikalikan dengan 106 berarti perkiraan konsentrasi spermatozoa adalah 5 – 10 juta/ml
Kalau spermatozoanya banyak dihitung perkwadran (1/4 lapang pandang)
Misalnya ¼ Lapang pandang = 50 spermatozoa, jadi perlapang pandang 200 spermatozoa. Perkiraan konsentrasi spermatozoa dikalikan dengan 106 berarti perkiraan konsentrasi spermatozoa adalah 200 juta/ml
Kalau dilihat perlapang pandang didapatkan nol spermatozoa maka tidak usah dilakukan pemeriksaan konsentrasi, jadi disini menghemat tenaga dan reagensia, bila didapatkan nol spermatozoa disebut Azoospermia.
Azoospermia dapat disebabkan oleh karena :
- Testisnya kecil atau rusak
- Salurannya testis buntu (obstruksi)
- Vasectomy bila diperlukan untuk check up
Apabila Azoospermia, ini menggambarkan operasi vasectomy tersebut berhasil dan ini sangat menggembirakan pasien
- Over dosis Androgen dan corticosteroid
2. Pergerakan Sperma
Pada pemeriksaan perlapang pandang sekaligus kita memeriksa pergerakan spermatozoa dalam memeriksa pergerakan spermatozoa sebaiknya diperiksa setelah 20 menit karena dalam waktu 20 menit sperma tidak kental sehingga spermatozoa mudah bergerak akan tetapi jangan lebih dari 60 menit setelah ejakulasi sebab dengan bertambahnya waktu maka :
- spermatozoa akan memburuk pergerakannya.
- pH dan bau mungkin akan berubah .
spermatozoa yang bergerak baik adalah gerak kedepan dan arahnya lurus, gerak yang kurang baik adalah gerak zig-zag, berputar-putar dan lain-lain
- Jangan sekali-kali menyebut spermatozoa itu mati yang betul adalah spermatozoa tidak bergerak
- Pemeriksaan sebaiknya dilakukan pada suhu kamar (20OC - 25 OC).
Perhitungan :
Dihitung dulu spermatozoa yang tidak bergerak kemudian dihitung yang bergerak kurang baik, lalu yang bargerak baik misal :
- yang tidak bergerak = 25%
- yang bergerak kurang baik = 50%
- yang bergerak baik = 100% - 25% - 50% = 25%
Prosentase pergerakan cukup ditulis dengan angka bulat (umumnya kelipatan 5 misalnya : 10%,15%, 20%)
Kalau sperma yang tidak bergerak > 50% maka perlu dilakukan pemeriksaan lebih lanjut guna mengetahui viabilitas sperma (banyaknya sperma yang hidup) sebab sprermatozoa yang tidak bergerakpun kemungkinan masih hidup.
Sebab menurunnya motilitas spermatozoa
Dilakukan pemeriksaan yang terlalu lama sejak sperma dikeluarkan.
Cara penyimpanan sampel yang kurang baik.
3. Perhitungan Jumlah Sperma
Perhitungan konsentrasi spermatozoa dapat ditentukan dengan mengunakan metode hemositometer atau ”electronic coulter counter”. Metode hemositometer lebih sering digunakan untuk sperma yang mempunyai perkiraan spermatozoa yang sangat rendah (misalnya 10 juta/ml) atau pemeriksaan sperma yang memerlukan penentuan jumlah dengan segera. Metode hemositometer ini dipergunakan di sebagian besar negara.
Sperma yang telah diaduk dengan baik diencerkan 1 :10, 1:20,1:50,atau 1:100 tergantung pada perkiraan jumlah spermatozoa yang telah dilakukan sebelumnya. Sebagai pengencer berisi 50 gr NaHCO3, 10 ml 35% formalin, 5 ml cairan gentian violet pekat dan aquadestilita sampai 1000 ml. Pewarnaan tidak diperlukan bila dipergunakan mikroskop fase kontras. Perlu digunakan 2 pengenceran untuk setiap sperma. Meskipun sering digunakan pipet leukusit tidak cukup tepat untuk digunakan sebagai alat pengenceran dan karena itu disarankan sebagai alat pengenceran dipergunakan pipet mikro modern (10, 50, 100 atau 200ul). Sperma yang diencerkan harus diaduk lebih dahulu dan segera dipindahkan ke hemositometer (kamar hitung Neubauer) yang telah ditutup dengan gelas penutup.
hemositometer ini diletakan kamar lembab selama 15 menit sampai 20 menit agar semua sel mengendap kemudian dihitung dibawah mikroskop cahaya atau mikroskop fase kontras dan pembesaran 100 atau 100X spermatozoa (sel benih yang matang yang mempunyai ekor yang dihitung). Perbedaan antara jumlah sperma dari kedua pengenceran tadi tidak boleh lebih dari 10 % pada sperma yang mempunyai densitas rendah atau 20% pada sperma yang mempunyai densitas tinggi (> 60 juta/ml).
Perlu dipahami bahwa yang disebut konsentrasi sperma adalah jumlah spermatozoa/ml sperma. Sedangkan jumlah spermatozoa total ialah jumlah spermatozoa dalam ejakulat.
Prosedur perhitungan spermatozoa dengan menggunakan hemositometer (kamar hitung Neubauer) adalah sebagai berikut :
Hitung jumlah sperma dengan objek 40 x pada daerah leukosit, cukup satu bidang saja (tidak perlu 4 bidang)
Kamar hitung Neubeur untuk menghitung spermatozoa
Perhitungan :
Luas = 1 mm2
Tinggi = 0,1 mm
Vol = 0,1 mm3
Jumlah sperma dalam 1 mm3 = 1/0,1 X pengenceran X N
= 10 X N X pengenceran
= 10 N X Pengenceran /mm3
Jumlah spermatozoa / cc = 10 N X Pengenceran x 1000
N = Jumlah sperma yang dihitung dalam kotak W
4. Morfologi
Pemeriksaan morfologi berdasarkan kepala dari spematozoa dapat dilakukan dengan cara :
Membuat preparat hapusan diatas obyek glass keringkan selama 5 menit, lalu di fixasi dengan larutan metilalkohol selama 5 menit, kemudian selanjutnya dilakukan pewarnaan dengan larutan giemsa, wright, atau zat warna yang lain menurut kesukaan sendiri.
Bentuk Normal :
Bentuk oval
Bentuk spermatozoa abnormal :
Bentuk Piri ( Seperti buah pir )
Brntuk terato ( tidak beraturan dan berukuran besar )
Bentuk lepto ( ceking )
Bentuk Mikro ( Kepala seperti jarum pentul )
Bentuk Strongyle ( seperti larva stongyloides )
Bentuk Lose Hezel ( Tanpa kepala )
Bentuk Immature ( spermatozoa belum dewasa, terdapat cytoplasmic )
Cytoplasmic droplet
Arti klinik
1. Banyak kepala normal / oval berarti fungsi testis baik
2. banyak bentuk bukan oval fungsi testis jelek
3. banyak sel imatur, epidemis banyak gangguan.
Misalnya : radang varicocle atau abstinensia seksualitasnya kurang lama.
5. Lekosit
Leukosit di laporkan per lapang pandang seperti halnya dalam sedimen urin, misalnya 3 – 8 perlapang pandang. Jumlah lekosit yang besar erat hubunganya dengan infeksi organ – organ spermiogenesis.
2.3. Analisa Sperma Secara Kimia
Pemeriksaan kimia terbatas pada perhitungan kadar fruktosa, nilai normal fruktosa adalah : Fruktosa tersebut berasal dari vesiculze Seminalis
Cara pemeriksaan Fruktosa :
Regensia :
1. Larurtan Ba(OH)2 0,3N
2. Larutan Zn SO4 0,175M
3. Larutan Resorcinol 0,1% dalam 100ml alkhohol 95%.
4. Standar fruktosa stock 50 mg fruktosa larut dalam 100 ml asam benzoat 0,2 %
Standar fruktosa 1 ml standar fruktosa stock diencerkan dengan H2O 100ml.
Konsentrasi 200 mg fruktosa / dalam mani.
Prosedur Kerja
1. Lakukan diproteinsasi mani yang akan diperiksa dengan terlebih dahulu mengencerkan 0.1 ml mani dengan 2.9 ml air. Kemudian tambah 0.5 ml larutan Ba(OH)2 campur tambahan 0.5 ml Zn SO4. kemudian dicentrifuqe.
2. Sediakan 3 tabung , satu tabung Tt (test) S (standar) dan B (banko)
Tabung T diisi 2 ml cairan pada langkah 1
Tabung S diisi 2 ml sebagai fruktosa
Tabung B diisi 2 ml aquadest
3. Ketiga tabung ditambah masing - masing 2 ml recorcinol dan 6 ml HCl
4. Campur isi tabung, panasi dalam weter bath 900 C selama 10 menit
5. Baca aboubusi T terhadap S pada 490 mm dengan spektrofotometer
6. Hitung kadar fruktosa dengan rumus AT / AS x 200 = mg/dl
Kadar Fruktosa sperma normal : 120 – 450 mg/dl
3. Interprestasi Hasil Analisa Sperma
NO
ISTILAH Jumlah
Spermatozoa
(juta/ml) Motil
Normal
(%) Morfologi
Normal
(%)
1 Normozoospermia > 20 > 80 > 50
2 Oligozoospermia < 20 > 50 > 50
3 Ekstrim Oligozoospermia < 50 > 50 > 50
4 Asthenozoospermia > 20 < 50 > 50
5 Teratozoospermia > 20 > 50 < 50
6 Oligo Asthenozoospermia < 20 < 50 > 50
7 Oligi Astheno Teratozoospermia < 20 < 50 < 50
8 Oligo Teratozoospermia < 20 > 50 < 50
9 Astheno Teratozoospermia > 20 < 50 < 50
10 Polizoospermia > 250 > 50 > 50
11 Azoospermia Bila tidak ada spermatozoa dalam cairan sperma
12 Nekrozoospermia Bila semua sperma tidak ada yang hidup
13 Aspermia Tidak ada cairan semen yang keluar saat ejakulasi
1. Penerangan dan cara penampungan sperma manusia
Sebelum melakukan analisis sperma perlu terlebih dahulu untuk memberikan penerangan sejelas-jelasnya kepada pria yang akan diperiksa tersebut mengenai maksud dan tujuan analisis sperma dan juga untuk menjelaskan cara pengeluaran dan penampungan sperma tersebut. Penerangan mengenai cara pengeluaran, penampungan dan pengiriman sperma ke laboraturium. Sebelum pemeriksaan dilakukan sebaiknya pasien dianjurkan untuk memenuhi persyaratan sebagai berikut :
a. Melakukan abstinensia selam 3 – 5 hari, paling lama selama 7 hari.
b. Pengeluaran ejakulat sebaiknya dilakukan pada pagi hari dan harus dikeluarkan di laboratorium. Bila tidak mungkin, harus tiba di laboraturium paling lambat 2 jam dari saat dikeluarkan.
c. Ejakulat ditampung dalam wadah / botol gelas bemulut besar yang bersih dan steril ( jangan sampai tumpah ), Kemudian botol ditutup rapat-rapat dan diberi nama yang bersangkutan.
d. Pasien mencatat waktu pengeluaran mani, setelah itu langsung di serahkan pada petugas laboraturium untuk pemeriksaan dan harus diperiksa sekurang-kurangnya 2 kali dengan jarak antara waktu 1-2 minggu. Analisis sperma sekali saja tidak cukup karena sering didapati variasi antara produksi sperma dalam satu individu.
e. Sperma dikeluarkan dengan cara : rangsangan tangan (onani/masturbasi), bila tidak mungkin dapat dengan cara rangsangan senggama terputus (koitus interuptus) dan jangan ada yang tumpah.
f. Untuk menampung sperma tidak boleh menggunakan botol plastik atau kondom.
1.1 Beberapa cara memperoleh sperma
a. Masturbasi / Onani
Cara ini merupakan methode yang paling dianjurkan untuk memperoleh sperma, biasanya dengan tangan (baik tangan sendiri maupun tangan istrinya) atau dengan suatu alat tertentu. Kebaikan cara ini menghindari kemungkinan tumpah ketika menampung sperma, menghindari dari pencemaran sperma dengan zat-zat yang lain.
b. Coitus Interuptus ( CI )
Adalah melakukan persetubuhan secara terputus, hal ini kurang baik dianjurkan sebab :
Memungkinkan sperma dapat tercampur dengan cairan vagina, sehingga banyak mengandung epitel, leukosit, eritosit, bakteri, parasit, jamur dll.
Dalam jumlah penampungannya kurang, karena sperma sebagian dapat mesuk ke vagina. Disamping itu terjadi kesalahan pada pemeriksaan PH dan konsentrasi.
c. Coitus Condomatosus
Pengeluaran sperma dangan cara ini dilarang dan sangat tidak diperkenankan. Karena sebagian besar karet kondom mengandung bahan spermiacidal, yaitu bahan yang dapat mematikan sperma
d. Reflux poscital
Adalah suatu cara Coitus dimana setelah sperma keluar dan masuk kevagina, sperma tersebut dibilas demga pz atau cairan lainnya. Hal ini akan timbul kekeliruan dalam volume konsentrasi dan viskositas.
e. Massage prostat
Adalah suatu cara pengeluaran dengan cara memijat kelenjar prostat lewat rectum, disini jelas akan timbul kekeliruan dalam penafsiran pH, konsentrasi dan sebagainya yang keluar adalah cairan prostat.
Jadi cara memperoleh sperma yang paling baik adalah dengan onani meskipun faktor psikis ada pengaruhnya. Hal ini dapat terjadi pada orang desa, orang tertentu yang tidak bisa melakukan onani atau orang yang tidak mengerti tentang onani.
Biasanya orang kota lebih gampang dari pada orang desa, orang muda lebih mudah dari pada orang tua, orang yang tidak di sunat lebih gampang daripada orang yang di sunat, juga pengaruh religius.
Cara memperoleh sperma sebagai pilihan kedua adalah dengan cara Coitus Interuptus bila alasan religius cara pertama tidak memungkinkan.
1.2 Tempat Penampung Sperma
Sebenarnya semua alat boleh dipakai asalkan tempat tersebut tidak mengandung spermatotoxic. Sperma sangat tidak dianjurkan ditampung pada tempat-tempat yang terbuat dari :
1. Logam, sebab logam bisa mengganggu muatan listrik dan sperma, sehingga pergerakannya tergaggu.
2. Plastik sebab plastik umumnya mengandung gugus fenol (C6H5OH) sehingga sperma akan rusak.
Pada umumnya tempat yang digunakan menampung sperma terbuat dari gelas yang bersih . tidak mengandung spermatotoxic. Tetapi sperma dilarang ditempat yang terbuat dari :
» Tempat penampung sperma dianjurkan ditampung pada tempat yang terbuat dari bahan yang tidak bereaksi apa-apa.
» Tempat penampung sperma harus bermulut lebar supaya muat pada penis.
» Tempat diberi penutup agar tidak terkontaminasi
» Ukuran tempat penampung sperma 50 ml – 100 ml.
2. Pelaksanaan Analisa Sperma
Spermiogram memuat data-data tentang :
1. Volume sperma.
2. Bau.
3. pH
4. Warna.
5. Liquefaction.
6. Viskositas.
7. Aglutinasi.
8. Jumlah sperma / lapangan pandang.
9. Pergerakan spermatozoa.
10. Leucocyte.
11. Fruktosa.
2.1. Analisa sperma Secara Makroskopis
Sperma yang baru keluar selalu menunjukan adanya gumpalan atau koagolum diantara lendir putih yang cair. Pada sperma yang normal gumpalan ini akan segera mencair pada suhu kamar dalam waktu 15 – 20 menit. Peristiwa ini dikatakan sperma mengalami pencairan (Liquefaction).
Liquefaction terjadi karena daya kerja dari enzim – enzim yang diproduksi oleh kelenjar prostat, enzim ini disebut enzim seminim. Pemeriksaan makroskopis antara lain meliputi :
a. Pengukuran Volume
Dilakukan setelah sperma mencair, cara kerja :
ξ Sperma ditampung seluruhnya dalam botol penampung yang bermulut lebar untuk sekali ejakulasi
ξ Volume diukur dengan gelas ukur yang mempunyai skala volume 0,1 ml.
ξ Kemudian baca hasil.
Volume normal sperma belum jelas sampai sekarang, disebabkan lain bangsa lain volume. Bagi orang indonesia volume yang normal 2 – 3 ml. Volume yang lebih dari 8 ml disebut Hyperspermia, Sedangkan yang kurang dari 1 ml disebut Hypospermia.
Hypospermia disebabkan oleh :
Ejakulasi yang berturut-turut
Vesica seminalis kecil ( buntu cabstuksi )
Penampung sperma tidak sempurna
Hyperspermia disebabkan oleh :
Kerja kelenjar prostat dan vesika seminalis terlalu giat.
Minum obat hormon laki – laki.
Kesan volume ini menggambarkan kerja kelenjar prostat dan vesika seminalis.
b. PH
Sperma yang normal tidak banyak berbeda dengan pH darah, untuk mengukur pH cukup dengan menggunakan kertas pH kecuali dalam satu penelitian dapat digunakan pH meter. Cara kerjanya :
Celupkan kertas pH dalam sperma yang homogen yang terdapat dalam botol penampung, baca hasil. Sperma yang normal pH menunjukan sifat yang agak basa yaitu 7,2 – 7,8. pengukuran sperma harus segera dilakukan segera setelah sperma mencair karena akan mempengaruhi pH sperma. Juga bisa karena sperma terlalu lama disimpan dan tidak segera diperiksa sehingga tidak dihasilkan amoniak ( terinfeksi oleh kuman gram (-), mungkin juga karena kelenjar prostat kecil, buntu, dan sebagainya.
pH yang rendah terjadi karena keradangan yang kronis dari kelenjar prostat, Epididimis, vesika seminalis atau kelenjar vesika seminalis kecil, buntu dan rusak.
c. Bau Sperma
Spermatozoa yang baru keluar mempunyai bau yang khas atau spesifik, untuk mengenal bau sperma, seseorang harus telah mempunyai pengalaman untuk membaui sperma. Sekali seorang telah mempunai engalaman, maka ia tidak akan lupa akan bau sperma yang khas tersebut. Baunya Sperma yang khas tersebut disebabkan oleh oksidasi spermin (suatu poliamin alifatik) yang dikeluarkan oleh kelenjar prostat.
Cara pemeriksaannya :
ξ Sperma yang baru keluar pada botol penampung dicium baunya
ξ Dalam laporan bau dilaporkan : khas / tidak khas
Dalam keadaan infeksi sperma berbau busuk / amis. Sacara biokimia sperma mempunyai bau seperti klor / kaporit.
d. Warna sperma
Memeriksa warna sperma sekaligus memeriksa kekeruhan, sperma yang normal biasanya berwarna putih keruh seperti air kanji kadang-kadang agak keabu-abuan. Adanya lekosit yang disebabkan oleh infeksi traktus genitalia dapat menyebabkan warna sperma menjadi putih kekuningan. Adanya perdarahan menyebabkan sperma berwarna kemerahan.
Cara kerja :
Sperma yang ada dalam tabung reaksi diamati dengan menggunakan latar belakang warna putih menggunakan penerangan yang cukup.
e. Liquefection
Liquefaction dicheck 20 menit setelah ejakulasi (setelah dikeluarkan). Dapat dilihat dengan jalan melihat coagulumnya.
Bila setelah 20 menit belum homogen berarti kelenjar prostat ada gangguan (semininnya jelek).
Bila sperma yang baru diterima langsung encer mungkin :
Tak mempunyai coagulum oleh karena saluran pada kelenjar vesica seminalis buntu atau memang tak mempunyai vesika seminalis.
f. Viskositas (Kekentalan)
Kekentalan atau viskositas sperma dapat diukur setelah likuifaksi sperma sempurna. Pemeriksaan viskositas ini dapat dilakukan dengan dua cara :
Cara subyektif
Dengan menyentuh permukaan sperma dengan pipet atau batang pengaduk, kemudian ditarik maka akan terbentuk benang yang panjangnya 3 – 5 cm. Makin panjang benang yang terjadi makin tinggi viskositasnya.
Cara Pipet Elliason
Syaratnya sperma harus homogen dan pipet yang digunakan harus kering. Mengukur vikositas dengan menggunakan pipet elliason. Prosedurnya cairan sperma dipipet sampai angka 0,1, kemudian atas pipet ditutup dengan jari. Setalah itu arahkan pipet tegak lurus dan stopwath dijalankan, jika terjadi tetesan pertama stopwath dimatikan dan hitung waktunya dengan detik. Vikositas sperma normal < 2 detik. Semakin kental sperma tersebut semakin besar vikositasnya. Hal ini mungkin disebabkan karena :
- Spermatozoa terlalu banyak
- Cairannya sedikit
- Gangguan liquedaction
- Perubahan komposisi plasma sperma
- Pengaruh obat-obatan tertentu.
g. Fruktosa Kualitatif
Fruktosa sperma diproduksi oleh vesica seminalis. Bila tidak didapati fruktosa dalam sperma, hal ini dapat disebabkan karena
- Azospermia yang disebabkan oleh agenesis vas deferens
- Bila kedua duktus ejakulatorius tersumbat
- Kelainan pada kelenjar vesika seminalis
Cara pemeriksaan fruktosa :
- 0.05 ml sperma + 2 ml larutan resolsinol ( 0.5 % dalam alkohol 96% ) campur sampai rata.
- Panaskan dalam air mendidih 5 menit.
- Bila sperma mengandung fruktosa maka campuran diatas menjadi merah coklat atau merah jingga.
- Bila tidak ada fruktosa maka tidak menjadi perubahan warna.
Pemeriksaan fruktosa kualitatif ini harus merupakan pemeriksaan rutin pada sperma azoospermia
2.2 Analisa Sperma Secara Mikroskopik
Sebelum pemeriksaan mikroskopik, sperma tersebut harus diaduk dengan baik, untuk pemeriksaan mikroskopik maka 1 tetes sperma, diameter sekitar 2 – 3 mm, diletakan diatas gelas objek yang bersih dan kemudian ditutup dengan gelas penutup, Setelah itu siap di periksa dibawah pembesaran 100 X atau 400-600 X.
1. Jumlah Sperma Perlapang Pandang / Perkiraan densitas sperma
Sebelum menentukan atau menghitung konsentrasi sperma perlu dilakukan perkiraan kasar jumlah sperma agar dapat menentukan prosedur pengenceran yang akan digunakan dan untuk mempersiapkan sediaan apus untuk analisis morfologi.
Cara Pemeriksaanya :
- Diaduk sperma hingga homogen
- Diambil 1 – 3 tetes cairan sperma ditaruh diatas obyek glass lalu ditutup dengan cover glass(ukuran standar)
- Kemudian dilihat dibawah mikroskop dengan perbesaran 40 X
- Dihitung berapa banyak spermatozoa pada beberapa lapang pandang
Misalnya dihitung berturut-turut : lapang pandang
I = 10 Spermatozoa
II = 5 Spermatozoa
III = 7 Spermatozoa
IV = 8 Spermatozoa
Disini dalam laporan dituliskan terdapat 5 – 10 spermatozoa perlapang pandang. Perkiraan konsentrasi spermatozoa dikalikan dengan 106 berarti perkiraan konsentrasi spermatozoa adalah 5 – 10 juta/ml
Kalau spermatozoanya banyak dihitung perkwadran (1/4 lapang pandang)
Misalnya ¼ Lapang pandang = 50 spermatozoa, jadi perlapang pandang 200 spermatozoa. Perkiraan konsentrasi spermatozoa dikalikan dengan 106 berarti perkiraan konsentrasi spermatozoa adalah 200 juta/ml
Kalau dilihat perlapang pandang didapatkan nol spermatozoa maka tidak usah dilakukan pemeriksaan konsentrasi, jadi disini menghemat tenaga dan reagensia, bila didapatkan nol spermatozoa disebut Azoospermia.
Azoospermia dapat disebabkan oleh karena :
- Testisnya kecil atau rusak
- Salurannya testis buntu (obstruksi)
- Vasectomy bila diperlukan untuk check up
Apabila Azoospermia, ini menggambarkan operasi vasectomy tersebut berhasil dan ini sangat menggembirakan pasien
- Over dosis Androgen dan corticosteroid
2. Pergerakan Sperma
Pada pemeriksaan perlapang pandang sekaligus kita memeriksa pergerakan spermatozoa dalam memeriksa pergerakan spermatozoa sebaiknya diperiksa setelah 20 menit karena dalam waktu 20 menit sperma tidak kental sehingga spermatozoa mudah bergerak akan tetapi jangan lebih dari 60 menit setelah ejakulasi sebab dengan bertambahnya waktu maka :
- spermatozoa akan memburuk pergerakannya.
- pH dan bau mungkin akan berubah .
spermatozoa yang bergerak baik adalah gerak kedepan dan arahnya lurus, gerak yang kurang baik adalah gerak zig-zag, berputar-putar dan lain-lain
- Jangan sekali-kali menyebut spermatozoa itu mati yang betul adalah spermatozoa tidak bergerak
- Pemeriksaan sebaiknya dilakukan pada suhu kamar (20OC - 25 OC).
Perhitungan :
Dihitung dulu spermatozoa yang tidak bergerak kemudian dihitung yang bergerak kurang baik, lalu yang bargerak baik misal :
- yang tidak bergerak = 25%
- yang bergerak kurang baik = 50%
- yang bergerak baik = 100% - 25% - 50% = 25%
Prosentase pergerakan cukup ditulis dengan angka bulat (umumnya kelipatan 5 misalnya : 10%,15%, 20%)
Kalau sperma yang tidak bergerak > 50% maka perlu dilakukan pemeriksaan lebih lanjut guna mengetahui viabilitas sperma (banyaknya sperma yang hidup) sebab sprermatozoa yang tidak bergerakpun kemungkinan masih hidup.
Sebab menurunnya motilitas spermatozoa
Dilakukan pemeriksaan yang terlalu lama sejak sperma dikeluarkan.
Cara penyimpanan sampel yang kurang baik.
3. Perhitungan Jumlah Sperma
Perhitungan konsentrasi spermatozoa dapat ditentukan dengan mengunakan metode hemositometer atau ”electronic coulter counter”. Metode hemositometer lebih sering digunakan untuk sperma yang mempunyai perkiraan spermatozoa yang sangat rendah (misalnya 10 juta/ml) atau pemeriksaan sperma yang memerlukan penentuan jumlah dengan segera. Metode hemositometer ini dipergunakan di sebagian besar negara.
Sperma yang telah diaduk dengan baik diencerkan 1 :10, 1:20,1:50,atau 1:100 tergantung pada perkiraan jumlah spermatozoa yang telah dilakukan sebelumnya. Sebagai pengencer berisi 50 gr NaHCO3, 10 ml 35% formalin, 5 ml cairan gentian violet pekat dan aquadestilita sampai 1000 ml. Pewarnaan tidak diperlukan bila dipergunakan mikroskop fase kontras. Perlu digunakan 2 pengenceran untuk setiap sperma. Meskipun sering digunakan pipet leukusit tidak cukup tepat untuk digunakan sebagai alat pengenceran dan karena itu disarankan sebagai alat pengenceran dipergunakan pipet mikro modern (10, 50, 100 atau 200ul). Sperma yang diencerkan harus diaduk lebih dahulu dan segera dipindahkan ke hemositometer (kamar hitung Neubauer) yang telah ditutup dengan gelas penutup.
hemositometer ini diletakan kamar lembab selama 15 menit sampai 20 menit agar semua sel mengendap kemudian dihitung dibawah mikroskop cahaya atau mikroskop fase kontras dan pembesaran 100 atau 100X spermatozoa (sel benih yang matang yang mempunyai ekor yang dihitung). Perbedaan antara jumlah sperma dari kedua pengenceran tadi tidak boleh lebih dari 10 % pada sperma yang mempunyai densitas rendah atau 20% pada sperma yang mempunyai densitas tinggi (> 60 juta/ml).
Perlu dipahami bahwa yang disebut konsentrasi sperma adalah jumlah spermatozoa/ml sperma. Sedangkan jumlah spermatozoa total ialah jumlah spermatozoa dalam ejakulat.
Prosedur perhitungan spermatozoa dengan menggunakan hemositometer (kamar hitung Neubauer) adalah sebagai berikut :
Hitung jumlah sperma dengan objek 40 x pada daerah leukosit, cukup satu bidang saja (tidak perlu 4 bidang)
Kamar hitung Neubeur untuk menghitung spermatozoa
Perhitungan :
Luas = 1 mm2
Tinggi = 0,1 mm
Vol = 0,1 mm3
Jumlah sperma dalam 1 mm3 = 1/0,1 X pengenceran X N
= 10 X N X pengenceran
= 10 N X Pengenceran /mm3
Jumlah spermatozoa / cc = 10 N X Pengenceran x 1000
N = Jumlah sperma yang dihitung dalam kotak W
4. Morfologi
Pemeriksaan morfologi berdasarkan kepala dari spematozoa dapat dilakukan dengan cara :
Membuat preparat hapusan diatas obyek glass keringkan selama 5 menit, lalu di fixasi dengan larutan metilalkohol selama 5 menit, kemudian selanjutnya dilakukan pewarnaan dengan larutan giemsa, wright, atau zat warna yang lain menurut kesukaan sendiri.
Bentuk Normal :
Bentuk oval
Bentuk spermatozoa abnormal :
Bentuk Piri ( Seperti buah pir )
Brntuk terato ( tidak beraturan dan berukuran besar )
Bentuk lepto ( ceking )
Bentuk Mikro ( Kepala seperti jarum pentul )
Bentuk Strongyle ( seperti larva stongyloides )
Bentuk Lose Hezel ( Tanpa kepala )
Bentuk Immature ( spermatozoa belum dewasa, terdapat cytoplasmic )
Cytoplasmic droplet
Arti klinik
1. Banyak kepala normal / oval berarti fungsi testis baik
2. banyak bentuk bukan oval fungsi testis jelek
3. banyak sel imatur, epidemis banyak gangguan.
Misalnya : radang varicocle atau abstinensia seksualitasnya kurang lama.
5. Lekosit
Leukosit di laporkan per lapang pandang seperti halnya dalam sedimen urin, misalnya 3 – 8 perlapang pandang. Jumlah lekosit yang besar erat hubunganya dengan infeksi organ – organ spermiogenesis.
2.3. Analisa Sperma Secara Kimia
Pemeriksaan kimia terbatas pada perhitungan kadar fruktosa, nilai normal fruktosa adalah : Fruktosa tersebut berasal dari vesiculze Seminalis
Cara pemeriksaan Fruktosa :
Regensia :
1. Larurtan Ba(OH)2 0,3N
2. Larutan Zn SO4 0,175M
3. Larutan Resorcinol 0,1% dalam 100ml alkhohol 95%.
4. Standar fruktosa stock 50 mg fruktosa larut dalam 100 ml asam benzoat 0,2 %
Standar fruktosa 1 ml standar fruktosa stock diencerkan dengan H2O 100ml.
Konsentrasi 200 mg fruktosa / dalam mani.
Prosedur Kerja
1. Lakukan diproteinsasi mani yang akan diperiksa dengan terlebih dahulu mengencerkan 0.1 ml mani dengan 2.9 ml air. Kemudian tambah 0.5 ml larutan Ba(OH)2 campur tambahan 0.5 ml Zn SO4. kemudian dicentrifuqe.
2. Sediakan 3 tabung , satu tabung Tt (test) S (standar) dan B (banko)
Tabung T diisi 2 ml cairan pada langkah 1
Tabung S diisi 2 ml sebagai fruktosa
Tabung B diisi 2 ml aquadest
3. Ketiga tabung ditambah masing - masing 2 ml recorcinol dan 6 ml HCl
4. Campur isi tabung, panasi dalam weter bath 900 C selama 10 menit
5. Baca aboubusi T terhadap S pada 490 mm dengan spektrofotometer
6. Hitung kadar fruktosa dengan rumus AT / AS x 200 = mg/dl
Kadar Fruktosa sperma normal : 120 – 450 mg/dl
3. Interprestasi Hasil Analisa Sperma
NO
ISTILAH Jumlah
Spermatozoa
(juta/ml) Motil
Normal
(%) Morfologi
Normal
(%)
1 Normozoospermia > 20 > 80 > 50
2 Oligozoospermia < 20 > 50 > 50
3 Ekstrim Oligozoospermia < 50 > 50 > 50
4 Asthenozoospermia > 20 < 50 > 50
5 Teratozoospermia > 20 > 50 < 50
6 Oligo Asthenozoospermia < 20 < 50 > 50
7 Oligi Astheno Teratozoospermia < 20 < 50 < 50
8 Oligo Teratozoospermia < 20 > 50 < 50
9 Astheno Teratozoospermia > 20 < 50 < 50
10 Polizoospermia > 250 > 50 > 50
11 Azoospermia Bila tidak ada spermatozoa dalam cairan sperma
12 Nekrozoospermia Bila semua sperma tidak ada yang hidup
13 Aspermia Tidak ada cairan semen yang keluar saat ejakulasi
Pengambilan darah Vena
Sampling Darah Vena
Prinsip :
Pembendungan pembuluh darah vena dilakukan agar pembuluh darah tampak jelas dan dengan mudah dapat ditusuk sehingga didapatkan sempel darah.
Alat – alat :
- Spuit disposable.
- Kapas alcohol 70 %.
- Kapas kering.
- Tabung sempel.
- Tourniquet.
- Mikropore.
Cara kerja :
- Pasang tourniquet pada lengan atas ± 7 – 10 cm diatas bagian yang akan dilakukan tusukkan dan pasien diminta untuk mengepalkan tangannya.
- Pilih vena yang besar, tidak mudah bergerak dan bersihkan dengan alkohol 70 %, biarkan kering dengan sendirinya.
- Tusuk kulit dengan jarum pada kemiringan 30O, sampai jarum masuk ke dalam lumen vena.
- Kendurkan ikatan tourniquet perlahan – lahan, tarik pengisap Spuit sehingga darah masuk kedalam spuit sebanyak yang diperlukan.
- Letakkan kapas kering diatas jarum, kemudian cabut jarum spuit perlahan lahan dari vena.
- Tekan kapas kering tersebut beberapa menit dan tutup dengan mikropore.
- Pisahkan darah kedalam tabung sesuai kebutuhan pemeriksaan dengan cara melepaskan jarum dari spuit dan alirkan darah pada dinding tabung.
Pembahasan :
1. Pembendungan yang terlalu lama akan mempengaruhi hasil pemeriksaan karena akan terjadi hemokonsentrasi.
2. Vena yang dapat ditusuk yaitu: pada orang dewasa adalah vena fossa cubiti, pada bayi vene juguralis superfialis atau sinus sagitalis superior.
3. Penusukkan harus tepat pada vena agar tidak menimbul hematum.
4. Pengisapan darah yang terlalu dalam akan menyebabkan darah membeku dalam spuit, segera pisahkan darah ke dalam tabung sesuai dengan jenis pemeriksaan.
Kesimpulan :
Sampling darah vena secara baik dan benar sangat mempengaruhi hasil pemeriksaan dan tidak menimbulkan keluhan pada pasien.
Info Analis
Sekolah SMK Analis Kesehatan di Jabodetabek ada 4 Sekolahan
1. SMK Analis Kesehatan Tunas Harapan Jakarta
2. SMK Analis Kesehatan Ditkesad
3. SMK Analis Kesehatan Cagar Budaya
4. SMK Analis Bekasi
1. SMK Analis Kesehatan Tunas Harapan Jakarta
2. SMK Analis Kesehatan Ditkesad
3. SMK Analis Kesehatan Cagar Budaya
4. SMK Analis Bekasi
Langganan:
Postingan (Atom)
